De Mestonderzoekshop https://www.hipposupport.nl De one-stop-mestonderzoekshop Fri, 18 Sep 2026 18:20:01 +0000 nl-NL hourly 1 https://wordpress.org/?v=7.1.3 https://www.hipposupport.nl/wp-content/uploads/2026/09/Favicon-100x100.png De Mestonderzoekshop https://www.hipposupport.nl 32 32 Keuzehulp – welke microscoop past bij jou? https://www.hipposupport.nl/instructies-handleidingen/keuzehulp-welke-microscoop-past-bij-jou/ Fri, 18 Sep 2026 15:19:42 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=7225 Een microscoop die bij je past Een microscoop schaf je doorgaans voor lange tijd aan. Bij zorgvuldig gebruik kan hij jarenlang meegaan en wordt hij een vertrouwd onderdeel van je mestonderzoek. Het loont daarom om vooraf stil te staan bij wat je wilt onderzoeken, hoe je ermee wilt werken en wat je prettig vindt. In […]

The post Keuzehulp – welke microscoop past bij jou? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

Een microscoop die bij je past

Een microscoop schaf je doorgaans voor lange tijd aan. Bij zorgvuldig gebruik kan hij jarenlang meegaan en wordt hij een vertrouwd onderdeel van je mestonderzoek. Het loont daarom om vooraf stil te staan bij wat je wilt onderzoeken, hoe je ermee wilt werken en wat je prettig vindt.

In ons assortiment hebben we, met uitzondering van de stereomicroscopen, een selecte groep Bresser-microscopen opgenomen vanwege hun goede prijs-kwaliteitverhouding. We hebben verschillende uitvoeringen geselecteerd, zodat je kunt afwegen welke extra mogelijkheden en welk werkcomfort voor jou de meerprijs waard zijn.

Alle geselecteerde doorlichtmicroscopen zijn geschikt voor zorgvuldig McMaster-mestonderzoek. De Erudit Basic biedt daarvoor een goede, doelmatige basis. De Erudit DLX en Researcher-serie bieden extra optische kwaliteit en een iets ruimer beeldveld. In onze praktijkervaring maakt die combinatie het afzoeken van de telstroken prettiger en minder inspannend. Dat komt vooral tot uiting wanneer je regelmatig meerdere monsters achter elkaar onderzoekt. Ook bij kortere sessies kun je bewust kiezen voor deze extra beeldkwaliteit en dit overzicht.

De keuze voor monoculair of binoculair kijken gaat daarom deels over wat je prettig vindt kijken. Minstens zo belangrijk is het beoogde gebruik: hoeveel monsters wil je per sessie onderzoeken en hoe lang zit je daardoor achter de microscoop? Zeker wanneer je begint met mestonderzoek, is het lastig in te schatten hoeveel tijd en concentratie het beoordelen van meerdere monsters vraagt. Daarom kijken we in deze keuzehulp zowel naar kijkgemak als naar je toekomstige werkwijze.

Wat heeft een microscoop voor McMaster-onderzoek nodig?

Bij McMaster-mestonderzoek zoek je de telstroken van een telkamer systematisch af op wormeieren. Daarvoor zijn de volgende eigenschappen belangrijk:

  • Doorlichtverlichting: het licht schijnt van onderaf door de telkamer, zodat je de inhoud kunt bekijken.
  • Een mechanische kruistafel: hiermee verplaats je de telkamer gecontroleerd en kun je de telstroken systematisch volgen.
  • Voldoende, regelbare lichtsterkte: hiermee stem je de helderheid af op het monster en op wat voor jou prettig kijkt.
  • Grove en fijne scherpstelling: hiermee vind je het juiste scherpstelvlak en stel je het beeld nauwkeurig scherp.
  • Een totale vergroting van 100×: met een 10×-oculair en een 10×-objectief krijg je een geschikte vergroting voor het beoordelen van de McMaster-telstroken.

Voor het tellen in de McMaster-telkamer is vooral een duidelijk en overzichtelijk beeld bij 100× belangrijk. Hogere vergrotingen kunnen van waarde zijn voor andere microscopische toepassingen.

Kijken met één of beide ogen

Bij een monoculaire microscoop kijk je met één oog door een oculair. Voor één of enkele monsters per sessie zijn de Erudit Basic Mono en Erudit DLX passende keuzes. Veel gebruikers sluiten tijdens het kijken het andere oog. Dat kan bij langere onderzoekssessies vermoeiend worden.

Wil je meerdere monsters achter elkaar onderzoeken, dan adviseren we bij voorkeur een binoculaire microscoop. Na het instellen van de oogafstand en dioptrie kijk je met beide ogen naar hetzelfde microscoopbeeld. Dat ondersteunt ontspannen kijken en helpt je om ook tijdens langere sessies geconcentreerd en zorgvuldig te blijven tellen. Het voordeel gaat daarmee verder dan persoonlijke voorkeur: het sluit aan op wat langduriger onderzoek van je vraagt.

De Erudit Basic Bino is vooral passend wanneer je af en toe meerdere monsters achter elkaar onderzoekt. De Researcher Bino is vooral prettig wanneer je dit vaker doet en extra optische kwaliteit en bedieningscomfort waardeert. De Researcher Trino biedt dezelfde voordelen en heeft daarnaast een aparte aansluiting voor een microscoopcamera.

Beeldkwaliteit en overzicht

Hoe prettig je een telkamer kunt beoordelen, hangt onder meer af van de kwaliteit van de objectieven en de breedte van het beeldveld. De objectieven zijn de lenzen boven het preparaat. Ze bepalen voor een belangrijk deel hoe scherp en gedetailleerd je wormeieren en andere structuren ziet.

Het beeldveld is het gebied dat je in één keer door de microscoop kunt overzien. Ook bij dezelfde vergroting kan de grootte van dat gebied per microscoop verschillen. Voor McMaster-onderzoek is het prettig wanneer je bij 100× vergroting een volledige telstrook met wat ruimte naast de zijlijnen ziet. Dat geeft overzicht en helpt je om de strook gemakkelijk te volgen en efficiënt te beoordelen.

De Erudit Basic beschikt over goede optische kwaliteit en is daarmee zeker geschikt voor McMaster-mestonderzoek. We hebben deze microscopen zelf uitvoerig gebruikt en getest. Ze bieden een duidelijk beeld waarmee je wormeieren kunt herkennen en de telstroken zorgvuldig en systematisch kunt beoordelen.

De Erudit DLX en Researcher-serie bieden extra optische kwaliteit en een iets ruimer beeldveld. In onze praktijkervaring maakt die combinatie het afzoeken van de telstroken prettiger en minder inspannend. Dat komt vooral tot uiting wanneer je regelmatig meerdere monsters achter elkaar onderzoekt. Ook bij kortere sessies kun je bewust kiezen voor deze extra beeldkwaliteit en dit overzicht.

De telkamer verplaatsen en scherpstellen

Bij McMaster-mestonderzoek volg je de telstroken één voor één. Een mechanische kruistafel helpt je daarbij: met twee bedieningsknoppen verplaats je de telkamer nauwkeurig in de lengte- en breedterichting. Zo kun je een strook rustig afzoeken en vervolgens gecontroleerd naar de volgende strook gaan.

Ook de scherpstelling speelt een belangrijke rol. Met de grove scherpstelling breng je het telgebied in beeld. Met de fijne scherpstelling stel je vervolgens nauwkeurig scherp op de wormeieren en andere structuren die je wilt beoordelen.

Alle geselecteerde doorlichtmicroscopen beschikken over een mechanische kruistafel en grove en fijne scherpstelling. Ook de Erudit Basic biedt daarmee de voorzieningen om de telkamer zorgvuldig en systematisch te onderzoeken.

Bij de Erudit DLX en Researcher-serie is daarnaast extra aandacht besteed aan de ergonomische vormgeving en uitvoering van de bediening. In onze praktijkervaring voelen de knoppen prettig aan en laten tafelverstelling en scherpstelling zich comfortabel bedienen. Samen met de solide bouw draagt dat bij aan rustig en efficiënt werken. Die meerwaarde komt vooral tot uiting wanneer je regelmatig meerdere monsters achter elkaar onderzoekt.

Licht en contrast instellen

Een goed ingesteld microscoopbeeld helpt je om wormeieren en andere structuren duidelijk te onderscheiden. Daarbij werken de verlichting, de condensor en het diafragma samen. Ze hebben ieder een eigen functie.

Met de lampdimmer regel je de helderheid van het licht. Zo kun je het beeld afstemmen op het monster en op wat voor je ogen prettig is.

De Abbe-condensor is het lenzenstelsel onder de objecttafel dat het licht op het preparaat concentreert. Door de hoogte aan te passen, kun je de belichting afstemmen op het te beoordelen materiaal.

Het irisdiafragma bij de condensor regelt de opening van de lichtbundel. Daarmee beïnvloed je het contrast en de zichtbaarheid van details. Iets sluiten kan helpen om transparante structuren duidelijker tegen de achtergrond te laten afsteken. Te ver sluiten gaat echter ten koste van fijne details. De helderheid pas je vervolgens aan met de lampdimmer.

Alle geselecteerde doorlichtmicroscopen beschikken over regelbare verlichting, een verstelbare Abbe-condensor en een diafragma. Daarmee kun je het beeld zorgvuldig instellen voor je onderzoek. Deze voorzieningen vormen een gezamenlijke kwaliteit van ons assortiment: goed leren instellen helpt je om de mogelijkheden van iedere microscoop te benutten.

Op een vaste plek of op locatie werken

Waar je mestonderzoek wilt uitvoeren, kan meewegen in de keuze van je microscoop. Werk je op een vaste plek met een stopcontact binnen bereik, dan is netvoeding praktisch. Wil je ook kunnen onderzoeken op locaties zonder stroomaansluiting, dan wordt een onafhankelijke stroomvoorziening belangrijker.

De Erudit Basic Mono en Bino werken op verwisselbare batterijen. Daarmee kun je de werkplek vrij kiezen, zonder afhankelijk te zijn van een stopcontact. De meegeleverde transportkoffer is handig wanneer je de microscoop regelmatig meeneemt en beschermt hem tijdens vervoer en opslag.

De Erudit DLX 40–600× biedt volgens de huidige uitvoering van Bresser net- en USB-voeding. De Researcher Bino en Trino werken op netvoeding en passen daarmee goed bij een ingerichte onderzoeksplek. Je kunt deze microscopen uiteraard ook meenemen naar een andere locatie waar stroom beschikbaar is.

Denk bij je keuze daarom aan de omstandigheden waarin je daadwerkelijk gaat werken. Een microscoop die je thuis gebruikt en af en toe meeneemt naar een andere binnenlocatie stelt andere eisen aan de stroomvoorziening dan een microscoop waarmee je zonder stopcontact wilt kunnen onderzoeken.

Schuif horizontaal om de volledige tabel te bekijken.

Welke uitvoering past bij jouw gebruik?
Microscoop Vooral passend wanneer… Wat biedt deze uitvoering je?
Erudit Basic Mono
40–400× 		Je per onderzoekssessie één of enkele monsters beoordeelt. Een goede, doelmatige basis voor McMaster-mestonderzoek, met monoculaire inkijk en voorzieningen om de telkamer zorgvuldig en systematisch af te zoeken.
Erudit Basic Bino
40–400× 		Je meerdere monsters achter elkaar beoordeelt of graag met beide ogen kijkt. Het kijkcomfort van twee oculairs, waardoor je ontspannen langere tijd kunt onderzoeken.
Erudit DLX
40–600× 		Je één of enkele monsters per sessie beoordeelt en waarde hecht aan extra optische kwaliteit en bedieningscomfort. Ook passend wanneer je regelmatig meerdere monsters onderzoekt en graag monoculair werkt. Betere objectieven, een iets ruimer beeldveld en een ergonomische, robuuste uitvoering die prettig en efficiënt werken ondersteunt.
Researcher Bino
40–1000× 		Je waarde hecht aan extra optische kwaliteit en bedieningscomfort en graag met beide ogen kijkt. Vooral prettig wanneer je regelmatig meerdere monsters achter elkaar onderzoekt. Een iets breder beeldveld, betere kwaliteit objectieven en een ergonomischer vormgeving, gecombineerd met binoculair kijkcomfort.
Researcher Trino
40–1000× 		Je extra optische kwaliteit en bedieningscomfort waardeert, graag met beide ogen kijkt én een aparte aansluiting voor een microscoopcamera wilt gebruiken. Vooral prettig wanneer je regelmatig meerdere monsters achter elkaar onderzoekt. Dezelfde optische en ergonomische voordelen als de Researcher Bino, met een extra camera-aansluiting voor het vastleggen en delen van beelden.

Welke uitvoering past bij jouw gebruik?

Alle genoemde microscopen zijn geschikt voor zorgvuldig McMaster-mestonderzoek. De belangrijkste verschillen zitten in de manier waarop je werkt, het aantal monsters per sessie, de voorkeur voor monoculair of binoculair kijken en de waarde die je hecht aan extra optische kwaliteit, bedieningscomfort en beeldregistratie.

Een stereomicroscoop voor Baermann- en Dorsman-onderzoek

Voor Baermann- en Dorsman-mestonderzoek hebben we de Erudit ICD 20–40× en Researcher ICD 20–80× in ons assortiment opgenomen. Bij longwormonderzoek verzamel je beweeglijke larven uit een vers mestmonster. Bij Dorsman-onderzoek zoek je materiaal uit een mestmonster af op leverboteieren. In beide gevallen werk je met materiaal dat je systematisch over een groter oppervlak moet kunnen bekijken.

De Baermann-methode kan ook worden ingezet na een mestkweek. Wanneer bij een mestonderzoek strongyle-eieren zijn aangetroffen, kunnen deze zich tijdens de kweek ontwikkelen tot L3-larven. De larven worden vervolgens met de Baermann-methode uit het gekweekte materiaal verzameld en microscopisch beoordeeld. Op basis van hun kenmerken kan onderscheid worden gemaakt tussen larven van grote en kleine bloedwormen.

Een stereomicroscoop geeft bij lage vergroting veel overzicht en biedt ruimte om het petrischaaltje gemakkelijk te verplaatsen. Dat maakt het systematisch afzoeken van een monster prettig en praktisch.

Voer je dit onderzoek slechts bij hoge uitzondering uit? Dan kun je ook een doorlichtmicroscoop gebruiken, waarbij je het petrischaaltje op een objectglaasje op de objecttafel plaatst. Het afzoeken vraagt daarbij wat meer aandacht en het verplaatsen van het materiaal is minder gemakkelijk. Voor incidenteel gebruik kan dit echter een praktisch alternatief zijn, zeker wanneer je verder geen toepassing voor een stereomicroscoop hebt.

Wil je regelmatig Baermann- of Dorsman-onderzoek uitvoeren, of ook larven uit mestkweken beoordelen, dan biedt een aparte stereomicroscoop meer gebruiksgemak. De keuze hangt dus vooral af van hoe vaak je deze onderzoeken wilt doen en waarvoor je de microscoop daarnaast wilt gebruiken.

Schuif horizontaal om de volledige tabel te bekijken.

Welke stereomicroscoop past bij jouw gebruik?
Microscoop Vooral passend wanneer… Wat biedt deze uitvoering je?
Erudit ICD
20–40× 		Je af en toe longworm- of leverbotonderzoek uitvoert en daarvoor een aparte stereomicroscoop wilt gebruiken. Een doelmatige stereo-uitvoering met veel overzicht bij lage vergroting en voldoende ruimte om een petrischaaltje gemakkelijk te verplaatsen en systematisch af te zoeken.
Researcher ICD
20–80× 		Je regelmatig of routinematig longworm- en/of leverbotonderzoek uitvoert, of ook larven uit mestkweken wilt beoordelen. Verfijndere optische kwaliteit met een detail- en contrastrijk beeld, een ergonomische vormgeving, meer werkruimte en een groter vergrotingsbereik van 20×, 40× en 80×.

De keuzehulp in schema

Dit schema is een vereenvoudigde route door de belangrijkste keuzes. Het advies hangt vooral af van het type onderzoek, het aantal monsters per sessie, de gewenste manier van kijken en een eventuele camera-aansluiting.

Keuzehulp microscopen. Volg de vragen vanaf 'Wat wil je vooral onderzoeken?' via McMaster, Baermann of Dorsman, of beide. De productvakken zijn aanklikbaar.
Klik op een microscoop om de productpagina te bekijken.

The post Keuzehulp – welke microscoop past bij jou? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Waarom gebruiken we bij paarden 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof? https://www.hipposupport.nl/mestonderzoek_begrijpen/waarom-gebruiken-we-bij-paarden-4-gram-mest-en-26-ml-flotatievloeistof/ Tue, 01 Sep 2026 12:15:41 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=7145 Voor mestonderzoek bij paarden gebruiken we bij de McMaster-methode 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof. Dat is niet zomaar een handige verhouding. Deze methode maakt het mogelijk om relatief veel mest te onderzoeken en toch een goed leesbaar preparaat te houden. Dat draagt bij aan een betrouwbaardere uitslag. Meer mest onderzoeken geeft meer informatie […]

The post Waarom gebruiken we bij paarden 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

Voor mestonderzoek bij paarden gebruiken we bij de McMaster-methode 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof. Dat is niet zomaar een handige verhouding. Deze methode maakt het mogelijk om relatief veel mest te onderzoeken en toch een goed leesbaar preparaat te houden. Dat draagt bij aan een betrouwbaardere uitslag.

Meer mest onderzoeken geeft meer informatie

Bij mestonderzoek onderzoek je altijd maar een klein deel van het oorspronkelijke mestmonster. Heel erg platgeslagen kun je stellen; hoe meer mest je onderzoekt, hoe betrouwbaarder de uitslag wordt.

Met 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof komen we, wanneer de telrasters van beide McMaster-kamers worden geteld, uit op een vermenigvuldigingsfactor van 25. Eén geteld eitje staat dus voor 25 eitjes per gram mest: 25 EPG. Meer over deze berekening kun je lezen in het artikel over de EPG berekening; klik hier

Bij veel andere McMaster-varianten is de factor 50. Bij dezelfde werkelijke eiuitscheiding worden met onze methode daardoor gemiddeld twee keer zoveel eitjes daadwerkelijk geteld.

Dat maakt de telling minder afhankelijk van één toevallig wel of niet gevonden eitje.

Een lagere detectiegrens

De factor 25 betekent ook dat de detectiegrens 25 EPG bedraagt. Bij een methode met factor 50 ligt die op 50 EPG. Kort gezegd; je kunt hele lichte infecties eerder aantonen. Dat kan bijvoorbeeld relevant zijn bij spoelworm (Parascaris), waarbij ook een lage eiuitscheiding belangrijk kan zijn om aan te tonen. 

Meer mest is niet altijd beter

Je zou dan kunnen denken: waarom gebruiken we niet bij iedere diersoort zoveel mogelijk mest en zo weinig mogelijk flotatievloeistof?

Omdat meer mest ook meer materiaal onder de microscoop betekent.

Bij paarden werkt deze verhouding goed doordat paardenmest relatief grof van structuur is. Tijdens het zeven blijft een groot deel van de grove plantenresten achter. Daardoor kan een relatief geconcentreerd monster worden gemaakt, terwijl het beeld in de McMaster-telkamer toch rustig en goed beoordeelbaar blijft.

Bij bijvoorbeeld schapen, geiten of kippen bevat de mest veel fijner materiaal dat gemakkelijker door de zeef heen gaat. Een even geconcentreerd monster kan dan onder de microscoop veel meer achtergrondmateriaal bevatten.

En dat werkt juist tegen je: eitjes zijn moeilijker te herkennen, tellen kost meer inspanning en de kans op tel- en herkenningsfouten neemt toe.

Meer mest onderzoeken is dus alleen een voordeel zolang het preparaat goed leesbaar blijft.

Ook gunstig bij een WERT/FECRT

Het grotere aantal daadwerkelijk getelde eitjes is ook belangrijk wanneer je controleert of een ontworming voldoende heeft gewerkt.

Bij een WERT/FECRT vergelijk je de EPG vóór en na behandeling. Hoe meer eitjes je vóór de behandeling daadwerkelijk hebt geteld, hoe steviger de basis voor het berekenen van de reductie.

Bij 500 EPG tel je met factor 25 bijvoorbeeld ongeveer 20 eitjes. Met factor 50 zouden dat er ongeveer 10 zijn. Vooral wanneer de aantallen dalen, kan dat verschil belangrijk worden.

Een praktische balans

De verhouding 4 gram mest + 26 ml flotatievloeistof vormt bij paarden daarmee een praktische balans:

voldoende mest onderzoeken voor een lage detectiegrens en betrouwbare telling, zonder dat het microscopische beeld onnodig vervuild en moeilijk te beoordelen wordt.

Dat is uiteindelijk waarom wij bij paarden voor deze variant van de McMaster-methode kiezen.

The post Waarom gebruiken we bij paarden 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Hoe controleer je of een ontworming goed heeft gewerkt? – WERT/FECRT https://www.hipposupport.nl/uitslag_begrijpen/hoe-controleer-je-of-een-ontworming-goed-heeft-gewerkt-wert-fecrt/ Tue, 01 Sep 2026 08:17:59 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=7138 Wanneer een paard gericht wordt ontwormd, wil je natuurlijk ook weten of het gebruikte wormmiddel daadwerkelijk voldoende effect heeft gehad. Dat kun je controleren met een WormEi Reductie Test (WERT), internationaal aangeduid als Faecal Egg Count Reduction Test (FECRT). Bij een WERT vergelijk je de hoeveelheid wormeitjes die een paard vóór de behandeling uitscheidt met […]

The post Hoe controleer je of een ontworming goed heeft gewerkt? – WERT/FECRT first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

Wanneer een paard gericht wordt ontwormd, wil je natuurlijk ook weten of het gebruikte wormmiddel daadwerkelijk voldoende effect heeft gehad. Dat kun je controleren met een WormEi Reductie Test (WERT), internationaal aangeduid als Faecal Egg Count Reduction Test (FECRT).

Bij een WERT vergelijk je de hoeveelheid wormeitjes die een paard vóór de behandeling uitscheidt met de hoeveelheid wormeitjes die na de behandeling nog wordt uitgescheiden. Zo bereken je hoeveel procent de eiuitscheiding door de behandeling is afgenomen.

Een WERT vertelt dus niet of alle wormen uit het paard verdwenen zijn. De test laat zien hoe sterk de eiuitscheiding van de met mestonderzoek aantoonbare wormen door de behandeling is gereduceerd.

Een WERT bij een individueel paard

Een formele FECRT voor het vaststellen van resistentie wordt bij voorkeur uitgevoerd bij een groep paarden. Toch kan een behandelcontrole bij één individueel paard heel zinvol zijn.

Dat is ook praktisch relevant. Wanneer je jouw paarden individueel bemonstert en onderzoekt, kun je na een gerichte ontworming controleren of de behandeling bij het betreffende paard voldoende effect heeft gehad.

Daarvoor heb je twee tellingen nodig:

  1. een mestonderzoek direct vóór de behandeling;
  2. een tweede mestonderzoek 14 dagen na de behandeling.

Het is belangrijk dat beide monsters met dezelfde onderzoeksmethode en dezelfde telwijze worden onderzocht. Alleen dan kun je de uitkomsten goed met elkaar vergelijken.

Hoe bereken je de reductie?

Stel dat vóór het ontwormen een uitslag van 1.000 EPG wordt gevonden.

Veertien dagen na de behandeling wordt opnieuw mestonderzoek gedaan. De uitslag is dan 25 EPG.

De ei-uitscheiding is daarmee afgenomen van 1.000 naar 25 EPG. Dat is een afname van 975 EPG.

Van de oorspronkelijke eiuitscheiding resteert nog maar 2,5%. De behandeling heeft de eiuitscheiding dus met 97,5% gereduceerd.

De berekening in een formule

Voor wie de berekening graag in formulevorm bekijkt:

WERT/FECR (%) = ((EPG vóór behandeling − EPG na behandeling) ÷ EPG vóór behandeling) × 100

In ons voorbeeld:

((1.000 − 25) ÷ 1.000) × 100 = 97,5%

De wormei-reductie bedraagt dus 97,5%.

Je gebruikt hiervoor gewoon de al berekende EPG-waarden. De hoeveelheden mest en flotatievloeistof die bij het McMaster-onderzoek zijn gebruikt, zijn immers al verwerkt in de EPG.

Wanneer heeft de behandeling voldoende gewerkt?

Voor een behandelcontrole bij één individueel paard geldt als praktische internationale richtlijn dat een werkzaam wormmiddel de uitscheiding van strongyliden- en spoelwormeitjes na 14 dagen met meer dan 95% moet hebben verminderd.

Een hoge reductie past dus bij een goed werkende behandeling.

Is de reductie duidelijk lager dan verwacht, dan moet dat serieus worden genomen. Dat betekent echter niet automatisch dat met één individuele WERT al bewezen is dat er sprake is van resistentie.

Controleer bij een onverwacht lage reductie onder andere of:

  • het juiste wormmiddel en de juiste dosering zijn gebruikt;
  • het lichaamsgewicht van het paard voldoende nauwkeurig is ingeschat;
  • het paard de volledige dosis daadwerkelijk heeft binnengekregen;
  • het wormmiddel correct is bewaard en niet over de houdbaarheidsdatum was;
  • beide mestonderzoeken volgens dezelfde methode zijn uitgevoerd.

Bespreek een onvoldoende behandelresultaat met de dierenarts. Wanneer praktische oorzaken zijn uitgesloten en bij herhaalde controle opnieuw onvoldoende werkzaamheid wordt gevonden, wordt resistentie steeds waarschijnlijker.

Niet iedere WERT is even betrouwbaar

Bij de beoordeling van een WERT is niet alleen het berekende percentage belangrijk. Ook het aantal eitjes dat vóór de behandeling daadwerkelijk onder de microscoop is geteld bepaalt hoe betrouwbaar de uitkomst is.

Dat is iets anders dan de EPG.

Stel dat je vóór behandeling slechts vier eitjes telt. Met onze McMaster-methode komt dat overeen met 100 EPG. Vind je na behandeling geen enkel eitje meer, dan is de berekende reductie 100%.

Rekenkundig klopt dat. Maar de conclusie is gebaseerd op slechts vier daadwerkelijk waargenomen eitjes. Toeval en de normale variatie van een mestonderzoek hebben dan relatief veel invloed.

Hoe meer eitjes je vóór behandeling daadwerkelijk telt, hoe sterker de basis voor de vergelijking.

Als praktische richtlijn geldt:

Daadwerkelijk getelde eitjes vóór behandeling Betekenis voor een individuele behandelcontrole
Meer dan 40 Redelijk betekenisvolle test
20–40 Matig bruikbaar; voorzichtiger interpreteren
Minder dan 20 Uitkomst kan onvoldoende betrouwbaar zijn

Bij onze McMaster-methode met een factor 25 staat één geteld eitje voor 25 EPG. Bij één standaardtelling van beide telrasters komt 20 getelde eitjes dus overeen met 500 EPG en 40 eitjes met 1.000 EPG.

Dat betekent niet dat je onder 500 of 1.000 EPG geen behandelcontrole kunt uitvoeren. Het betekent wel dat je je bewust moet zijn van de grotere onzekerheid wanneer maar weinig eitjes daadwerkelijk zijn geteld.

Een opvallend slechte reductie is daarbij doorgaans informatiever dan een ogenschijnlijk perfecte reductie op basis van maar enkele eitjes.

Gebruik vóór en na dezelfde onderzoeksmethode

Voor een betrouwbare vergelijking is het belangrijk dat vóór en na behandeling op dezelfde manier wordt geteld.

Dat betekent bijvoorbeeld dat je niet vóór behandeling een McMaster-methode met factor 25 gebruikt en na behandeling ineens een andere telmethode toepast.

Niet omdat een EPG uit verschillende correct uitgevoerde methoden een andere betekenis heeft — EPG blijft eitjes per gram mest — maar omdat onderzoeksmethoden verschillen in gevoeligheid en meetvariatie. Voor een behandelcontrole wil je die extra bron van verschil zoveel mogelijk uitsluiten.

Daarom: zelfde paard, zelfde onderzoeksmethode, zelfde telwijze en hetzelfde tijdsinterval.

Is een individuele WERT ook een resistentietest?

Niet helemaal.

Met een individuele WERT controleer je in de eerste plaats:

Heeft deze behandeling bij dit paard de eiuitscheiding voldoende verminderd?

Een onvoldoende reductie kan een belangrijke aanwijzing zijn voor resistentie, zeker wanneer fouten bij dosering, toediening en onderzoek zijn uitgesloten. Maar voor een formele uitspraak over resistentie binnen een stal of paardenpopulatie is een uitgebreider onderzoek nodig.

Hoe onderzoek je resistentie op groepsniveau?

Voor een echte resistentiediagnose worden meerdere paarden uit dezelfde populatie onderzocht. Daarbij worden de paarden vóór behandeling individueel bemonsterd en 14 dagen na behandeling opnieuw onderzocht.

De huidige internationale richtlijnen adviseren daarbij:

  • bij voorkeur een groep eipositieve paarden die dezelfde weiden gebruiken;
  • minimaal ongeveer vijf paarden, waarbij voor sommige wormmiddelgroepen meer paarden nodig zijn;
  • zo veel mogelijk eitjes tellen vóór behandeling, bij voorkeur gemiddeld ten minste 40 daadwerkelijk getelde eitjes per paard;
  • dezelfde paarden vóór en na behandeling onderzoeken;
  • dezelfde onderzoeksmethode en hetzelfde aantal telkamers gebruiken;
  • de werkzaamheid niet alleen beoordelen aan de hand van één gemiddeld reductiepercentage, maar ook rekening houden met de statistische onzekerheid tussen de paarden.

Voor een formele FECRT worden daarom 90%-betrouwbaarheidsintervallen berekend. De grenswaarden verschillen bovendien per soort wormmiddel en parasiet. Er bestaat dus niet één universele resistentiegrens van bijvoorbeeld 90 of 95%.

Voor bloedwormen/kleine strongyliden worden momenteel bijvoorbeeld de volgende grenswaarden gebruikt:

Werkzame-stofgroep Bovengrens verwachte werkzaamheid Ondergrens
Ivermectine / moxidectine 99,9% 92%
Benzimidazolen 99% 90%
Pyrantel 98% 80%

Bij de interpretatie wordt gekeken waar het 90%-betrouwbaarheidsinterval van de gemeten werkzaamheid ten opzichte van deze grenzen ligt. Daarmee kan de uitkomst worden ingedeeld als voldoende werkzaamheid, aanwijzing voor resistentie of een nog onzekere uitkomst.

Voor zo’n formele groeps-FECRT is de berekening dus aanzienlijk uitgebreider dan de eenvoudige behandelcontrole bij één paard.

Kort samengevat

Een WERT bij één paard is een praktische manier om na te gaan of een gerichte ontworming voldoende effect heeft gehad:

mestonderzoek vóór behandeling → correct ontwormen → 14 dagen wachten → opnieuw mestonderzoek → procentuele reductie berekenen.

Bij een individueel paard verwachten we dat de strongyliden- of spoelwormei-uitscheiding met meer dan 95% afneemt.

Hoeveel waarde je aan dat percentage kunt hechten, hangt echter mede af van hoeveel eitjes vóór de behandeling daadwerkelijk zijn geteld. Een WERT is dus meer dan alleen twee EPG’s in een formule zetten.

En wil je niet alleen weten of de behandeling bij één paard heeft gewerkt, maar daadwerkelijk bepalen of binnen een stal sprake is van resistentie tegen een wormmiddel, dan is een FECRT op groepsniveau nodig.

Onderbouwing

De individuele behandelcontrole, het interval van 14 dagen, de pragmatische grens van >95%, het belang van het daadwerkelijk aantal getelde eitjes en de categorieën >40, 20–40 en <20 komen rechtstreeks uit de in 2024 herziene AAEP-richtlijn. Diezelfde richtlijn benadrukt dat een treatment check bij één paard nuttig kan zijn, maar geen formele resistentietest is.

Voor een formele resistentiediagnose volgt de AAEP de in 2023 herziene WAAVP-methodiek: groepsonderzoek, het eggs counted-principe, 90%-betrouwbaarheidsintervallen en middel-/parasietspecifieke grenswaarden. De waarden in de tabel voor cyathostominae zijn de huidige AAEP/WAAVP-grenzen.

The post Hoe controleer je of een ontworming goed heeft gewerkt? – WERT/FECRT first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Hoe bereken ik de EPG? https://www.hipposupport.nl/uitslag_begrijpen/hoe-bereken-ik-de-epg/ Tue, 01 Sep 2026 07:27:39 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=7125 Bij mestonderzoek volgens de McMaster-methode werken we met een kwantitatieve uitslag. We kijken dus niet alleen óf er wormeitjes aanwezig zijn, maar berekenen ook hoeveel eitjes per gram mest worden uitgescheiden. Dat noemen we de EPG: eggs per gram, oftewel het aantal eitjes per gram mest. Lintworm is een uitzondering Voor lintworm gebruiken we de […]

The post Hoe bereken ik de EPG? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

Bij mestonderzoek volgens de McMaster-methode werken we met een kwantitatieve uitslag. We kijken dus niet alleen óf er wormeitjes aanwezig zijn, maar berekenen ook hoeveel eitjes per gram mest worden uitgescheiden. Dat noemen we de EPG: eggs per gram, oftewel het aantal eitjes per gram mest.

Lintworm is een uitzondering

Voor lintworm gebruiken we de uitslag anders. Lintwormeitjes worden onregelmatig met de mest uitgescheiden en een standaard McMaster-onderzoek kan een lintworminfectie daardoor gemakkelijk missen. Bovendien zegt het aantal gevonden lintwormeitjes niets over het aantal lintwormen dat aanwezig is.

Daarom beoordelen we lintworm kwalitatief:

Een lintwormeitje gevonden = lintworminfectie aangetoond.

Worden geen lintwormeitjes gevonden, dan betekent dat niet dat het paard geen lintworminfectie heeft. De juiste uitslag is dan dus niet aangetoond, en niet: geen infectie.

Lees hier meer over lintworm en mestonderzoek

Bij de andere parasieten berekenen we een EPG

Voor de andere parasieten die we bij het mestonderzoek aantonen, berekenen we wel een EPG. De betekenis van de hoogte daarvan verschilt echter per parasiet.

Voor bijvoorbeeld spoelworm gebruiken we geen algemene EPG-grens waarboven wel en waaronder niet behandeld moet worden. Wanneer dergelijke parasieten worden aangetoond, adviseren we contact op te nemen met de dierenarts om te bepalen óf, wanneer en waarmee gericht ontwormd moet worden.

Bij bloedwormen (strongyliden) speelt de hoogte van de EPG wel een belangrijke rol. De EPG wordt gebruikt om paarden in te delen op basis van de hoeveelheid strongylideneitjes die zij uitscheiden. Daarbij worden internationaal veelal de grenswaarden van 200 en 500 EPG gebruikt:

  • 0–200 EPG: lage uitscheiding
  • 201–500 EPG: gemiddelde uitscheiding
  • meer dan 500 EPG: hoge uitscheiding

Juist omdat de hoogte van de EPG bij bloedwormen wordt gebruikt bij de beoordeling van de uitslag, is het belangrijk dat deze waarde correct wordt berekend.

Niet iedere variant van de McMaster-methode heeft dezelfde EPG-factor

Door de jaren heen zijn verschillende varianten van de McMaster-methode ontwikkeld. Daarbij verschillen onder andere de hoeveelheid mest en de hoeveelheid flotatievloeistof die worden gebruikt.

Dat heeft direct gevolgen voor de berekening van de EPG.

Voor mestonderzoek bij paarden gebruiken wij 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof. Bij andere toepassingen en diersoorten komen bijvoorbeeld ook methoden voor met 3 gram mest en 42 ml flotatievloeistof, 2 gram en 28 ml of 4 gram en 56 ml.

Bij al deze methoden kun je dezelfde McMaster-telkamer gebruiken en hetzelfde aantal eitjes tellen, maar toch op een andere EPG uitkomen. De vermenigvuldigingsfactor hoort dus altijd bij de methode waarmee het monster is voorbereid.

Hoe komen we bij onze methode aan factor 25?

Bij een McMaster-onderzoeken wij altijd de rasters in beide kamers. Iedere kamer bevat onder het telraster 0,15 ml. Samen onderzoek je dus:

0,15 ml + 0,15 ml = 0,30 ml

Voor onze methode gebruiken we 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof. We rekenen daarmee met een totaalvolume van 30 ml.

Je hebt onder de microscoop 0,30 ml onderzocht, terwijl het totale bereide monster 30 ml bevat. Om het aantal gevonden eitjes van 0,30 ml om te rekenen naar het hele monster, vermenigvuldig je daarom met 100:

Van 0,3ml naar 30ml = x100

Vind je in beide rasters samen één eitje, dan komt dat dus overeen met:

1 eitje × 100 = 100 eitjes in het totale monster

Maar dat monster is gemaakt met 4 gram mest en we willen weten hoeveel eitjes er per 1 gram mest aanwezig zijn. Daarom delen we vervolgens door 4:

100 ÷ 4 = 25

Eén geteld eitje staat bij deze methode dus voor 25 EPG.

Daarmee wordt de uiteindelijke berekening heel eenvoudig:

aantal getelde eitjes in beide kamers samen × 25 = EPG

Bijvoorbeeld:

4 eitjes × 25 = 100 EPG
8 eitjes × 25 = 200 EPG
12 eitjes × 25 = 300 EPG
20 eitjes × 25 = 500 EPG

De berekening in een formule

De uitleg hierboven laat stap voor stap zien hoe we van het aantal getelde eitjes naar de EPG komen. Voor wie de berekening liever in één formule bekijkt, kan dezelfde rekenstap als volgt worden weergegeven:

EPG = aantal getelde eitjes × (totaal volume monster ÷ onderzocht volume) ÷ aantal gram mest

Voor onze methode:

EPG = aantal getelde eitjes × (30 ÷ 0,30) ÷ 4

Dus:

EPG = aantal getelde eitjes × 100 ÷ 4

En daarmee:

EPG = aantal getelde eitjes × 25

Of nog korter:

aantal getelde eitjes × 25 = EPG

de De berekening bij verschillende McMaster-varianten

In alle onderstaande voorbeelden worden de rasters in beide McMaster-kamers geteld. Het onderzochte volume is dus steeds 0,30 ml.

Mest Flotatievloeistof Totaal volume monster Van 0,30 ml naar totaal monster Omrekening naar EPG
4 g 26 ml 30 ml × 100 100 ÷ 4 = × 25
2 g 28 ml 30 ml × 100 100 ÷ 2 = × 50
3 g 42 ml 45 ml × 150 150 ÷ 3 = × 50
4 g 56 ml 60 ml × 200 200 ÷ 4 = × 50

Het principe blijft dus steeds hetzelfde: eerst reken je het onderzochte volume van 0,30 ml om naar het totale bereide monster. Vervolgens reken je dat totaal terug naar 1 gram mest.

Zo ontstaat de EPG-factor die bij de gebruikte methode hoort.

Dat verschil is niet alleen theoretisch. Tel je bijvoorbeeld acht eitjes, dan geeft dat bij onze methode:

8 × 25 = 200 EPG

Bij een methode met factor 50 zouden precies dezelfde acht getelde eitjes uitkomen op:

8 × 50 = 400 EPG

Gebruik daarom altijd de EPG-berekening die hoort bij de hoeveelheden mest en flotatievloeistof waarmee je het monster hebt voorbereid. Een vermenigvuldigingsfactor van 25 of 50 is geen willekeurig gekozen getal: hij volgt rechtstreeks uit de gebruikte McMaster-methode.

Een berekende EPG hoef je niet meer om te rekenen

Omdat er verschillende McMaster-methoden bestaan, ontstaat soms verwarring over de betekenis van de uiteindelijke EPG. We krijgen bijvoorbeeld regelmatig de vraag hoe een uitslag die met 4 gram mest en 26 ml flotatievloeistof is berekend, moet worden omgerekend naar een methode die 2 gram mest en 28 ml gebruikt.

 

Die omrekening is niet nodig. De gebruikte hoeveelheid mest, de hoeveelheid flotatievloeistof en het onderzochte volume zijn namelijk al verwerkt in de berekening van de EPG.

Kort gezegd: de methode bepaalt hoe je tot de EPG komt; de EPG zelf hoeft daarna niet meer naar een andere McMaster-methode te worden omgerekend.

The post Hoe bereken ik de EPG? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Is ontwormen eigenlijk wel zo gewoon? https://www.hipposupport.nl/wormmanagement/is-ontwormen-eigenlijk-wel-zo-gewoon/ Fri, 28 Aug 2026 10:07:24 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=7069 Een paard ontwormen werd lange tijd gezien als iets wat je gewoon regelmatig deed. Een paar keer per jaar een wormmiddel geven, vaak volgens een vast schema en soms simpelweg ‘voor de zekerheid’ of ‘preventief’. Tegenwoordig weten we dat zo’n aanpak niet verstandig is. Maar aan de andere kant bestaat soms het idee dat mestonderzoek […]

The post Is ontwormen eigenlijk wel zo gewoon? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

Een paard ontwormen werd lange tijd gezien als iets wat je gewoon regelmatig deed. Een paar keer per jaar een wormmiddel geven, vaak volgens een vast schema en soms simpelweg ‘voor de zekerheid’ of ‘preventief’.

Tegenwoordig weten we dat zo’n aanpak niet verstandig is. Maar aan de andere kant bestaat soms het idee dat mestonderzoek betekent dat je juist helemaal niet meer hoeft te ontwormen.

Ook dat klopt niet.

Goed wormmanagement draait niet om zo veel mogelijk of zo weinig mogelijk ontwormen. Het draait om onderzoeken en behandelen wanneer daar aanleiding voor is.

Van routine naar gericht behandelen

Een wormmiddel is een geneesmiddel. Je gebruikt het om wormen te bestrijden wanneer dat nodig is.

Een paard behandelen zonder dat daar een goede aanleiding voor is, heeft geen voordeel. Integendeel: onnodig gebruik van wormmiddelen draagt bij aan de ontwikkeling van resistentie. Wormen die een behandeling overleven, kunnen hun verminderde gevoeligheid doorgeven. Daardoor kunnen middelen die we nodig hebben uiteindelijk minder goed gaan werken.

Ook buiten het paard kunnen ontwormmiddelen gevolgen hebben. Resten van sommige middelen komen via de mest op de weide terecht en kunnen daar invloed hebben op onder andere mestkevers en andere organismen die mest helpen afbreken.

Er zijn dus meerdere redenen om een wormmiddel niet automatisch te geven omdat ‘het weer tijd is’.

Lees ook dit artikel: Minder ontwormen is beter voor de weide!

Mestonderzoek doen betekent niet dat je niet ontwormt

Mestonderzoek is niet bedoeld om ontwormen koste wat kost te voorkomen.

Het vormt juist de basis om te bepalen of een behandeling nodig is.

Geeft de uitslag van het mestonderzoek aanleiding om te behandelen, dan hoort ontwormen gewoon bij goed wormmanagement. Het verschil zit erin dat je niet meer blind volgens de kalender behandelt, maar een reden hebt voor de behandeling.

Andersom geldt hetzelfde. Wanneer uit het mestonderzoek geen aanleiding voor behandeling naar voren komt, is er op basis van die uitslag geen reden om te ontwormen. Er kunnen wel andere relevante factoren zijn die in een specifieke situatie alsnog aanleiding geven tot behandeling.

Mestonderzoek en ontwormen zijn dus geen tegenpolen. Ze horen bij elkaar:

eerst onderzoeken, daarna beoordelen of behandeling nodig is.

Niet ieder paard heeft dezelfde behandeling nodig

Paarden verschillen onderling sterk in de hoeveelheid wormeitjes die zij uitscheiden.

Bij sommige paarden blijft de ei-uitscheiding bij herhaald mestonderzoek meestal laag. Andere paarden hebben vaker een hogere uitscheiding en vragen daardoor meer aandacht.

Juist daarom is het weinig logisch om alle paarden op hetzelfde moment hetzelfde wormmiddel te geven.

Door regelmatig mestonderzoek te doen, ontstaat in de loop van de tijd een beter beeld van het individuele paard. Dat helpt om het onderzoek en eventuele behandelingen steeds gerichter in te zetten.

Lees ook dit artikel: Is jouw paard gevoelig voor worminfecties?

Mestonderzoek blijft de basis

Standaard McMaster-mestonderzoek kan niet iedere wormsoort en ieder ontwikkelingsstadium aantonen. Dat betekent niet dat de waarde van mestonderzoek daardoor klein is. Het betekent vooral dat je moet weten wat een onderzoek wel en niet kan vertellen.

In specifieke situaties kunnen daarom andere relevante factoren aanleiding geven voor aanvullend onderzoek of voor een andere aanpak. Denk bijvoorbeeld aan een parasiet die met standaard McMaster-mestonderzoek niet goed aantoonbaar is, een jonge leeftijd of klachten waarbij verder onderzoek nodig is.

Dat zijn situaties die je bewust meeweegt. Ze veranderen de hoofdroute niet:

mestonderzoek vormt de basis en op basis daarvan bepaal je of behandeling nodig is.

En na een behandeling?

Wanneer een behandeling nodig is, wil je uiteraard ook dat het gekozen middel voldoende werkt.

Daarom kan het in bepaalde situaties verstandig zijn om na behandeling opnieuw mestonderzoek te doen en te controleren hoeveel de ei-uitscheiding is afgenomen. Dat is vooral belangrijk wanneer je wilt weten of een wormmiddel bij jouw paarden nog voldoende werkzaam is.

Zo wordt ontwormen geen losse handeling, maar onderdeel van een logisch proces:

onderzoeken → beoordelen → behandelen wanneer nodig → controleren waar dat relevant is.

Goed wormmanagement betekent dus niet zo veel mogelijk ontwormen. Maar ook niet zo weinig mogelijk.

Het betekent weten wat er speelt en een wormmiddel gebruiken wanneer daar een goede aanleiding voor is.

Mestonderzoek vormt daarbij de basis.

The post Is ontwormen eigenlijk wel zo gewoon? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Waarom geef je de “najaarskuur of winterkuur” na de eerste nachtvorst? https://www.hipposupport.nl/wormmanagement/waarom-geef-je-de-najaarskuur-of-winterkuur-na-de-eerste-nachtvorst/ Fri, 28 Aug 2026 07:42:42 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=7033 In de paardenwereld wordt vaak gezegd: “Geef de najaarskuur na de eerste nachtvorst.” Maar waarom eigenlijk? En wat wordt er precies bedoeld met die eerste nachtvorst? Moet het één nacht -1 °C zijn, moet het lokaal stevig vriezen of moet er landelijk nachtvorst zijn geweest? De oorsprong van deze vuistregel ligt vooral bij de paardenhorzel. […]

The post Waarom geef je de “najaarskuur of winterkuur” na de eerste nachtvorst? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

In de paardenwereld wordt vaak gezegd:

“Geef de najaarskuur na de eerste nachtvorst.”

Maar waarom eigenlijk? En wat wordt er precies bedoeld met die eerste nachtvorst? Moet het één nacht -1 °C zijn, moet het lokaal stevig vriezen of moet er landelijk nachtvorst zijn geweest?

De oorsprong van deze vuistregel ligt vooral bij de paardenhorzel.

De eerste nachtvorst heeft vooral met de paardenhorzel te maken

De volwassen paardenhorzel is actief tijdens de warmere maanden. De vlieg legt haar kenmerkende gele eitjes op de haren van paarden, vooral op de benen, flanken en manen.

Paarden krijgen de eitjes of jonge larven binnen tijdens likken en poetsen. De larven ontwikkelen zich vervolgens verder in het paard en verblijven gedurende de winter onder andere in de maag.

Wanneer je tijdens het vliegseizoen behandelt, kunnen daarna opnieuw horzeleitjes worden afgezet en kan het paard opnieuw larven opnemen.

Daarom is het praktisch om te wachten totdat het vliegseizoen daadwerkelijk voorbij is.

Koud najaarsweer en nachtvorst zorgen ervoor dat de volwassen paardenhorzels verdwijnen. Daarna vindt in principe geen nieuwe besmetting meer plaats.

Daar komt de bekende regel vandaan:

behandel na de eerste nachtvorst.

Maar wat is dan ‘de eerste nachtvorst’?

Daar bestaat geen exacte temperatuur voor.

Het is niet zo dat alle paardenhorzels bij -1 °C onmiddellijk verdwijnen en dat je bij -0,5 °C nog moet wachten. Ook één kort moment van vorst aan de grond hoeft niet te betekenen dat het vliegseizoen definitief voorbij is.

De eerste nachtvorst is daarom vooral een praktische vuistregel, geen harde biologische grens.

Waar je eigenlijk op wilt wachten is het moment waarop:

  • het duidelijk kouder is geworden;
  • er lokaal nachtvorst is geweest;
  • je geen paardenhorzels meer ziet vliegen;
  • er geen nieuwe gele eitjes meer op de paarden verschijnen.

Dan kun je ervan uitgaan dat het vliegseizoen ten einde is.

Het gaat om de omstandigheden bij jouw paarden

Of het ergens anders in Nederland al heeft gevroren is niet belangrijk.

Een nacht met vorst in Groningen zegt weinig over paarden die in Zeeland staan. Zelfs binnen één regio kunnen temperatuur en omstandigheden verschillen.

Kijk daarom vooral naar de lokale situatie.

De vraag is niet:

“Heeft het KNMI de eerste landelijke nachtvorst gemeld?”

maar:

“Is het horzelseizoen bij mijn paarden daadwerkelijk voorbij?”

Je hoeft niet op een magisch getal te wachten

Je hoeft dus ook niet te wachten totdat het bijvoorbeeld lokaal -5 °C is geweest.

De temperatuur zelf is niet het doel. Het doel is voorkomen dat je behandelt terwijl volwassen paardenhorzels nog actief zijn en het paard daarna opnieuw besmet kan raken.

Is het al langere tijd koud, zie je geen horzels meer en verschijnen er geen nieuwe eitjes meer, dan is dat veel relevanter dan één exact getal op de thermometer.

Zie je horzeleitjes? Dan weet je dat er blootstelling is geweest

Een voordeel van de paardenhorzel is dat blootstelling vaak gewoon zichtbaar is.

Zie je in de zomer of het najaar de typische gele eitjes op het paard, dan weet je dat paardenhorzels actief zijn geweest.

Probeer zoveel mogelijk eitjes te verwijderen, maar realiseer je dat het paard waarschijnlijk al eitjes of larven heeft kunnen opnemen.

Daarom kan zichtbare blootstelling aan paardenhorzels een goede reden zijn om deze parasiet mee te nemen in de najaarsbehandeling.

Lees ook dit artikel: Paardenhorzel: gele eitjes op de vacht en larven in het paard

Betekent ‘najaarskuur’ automatisch Equest Pramox?

Nee.

Dit is een belangrijk misverstand.

De term najaarskuur zegt iets over het moment waarop je behandelt, maar niet welk middel je automatisch moet gebruiken.

De juiste vraag blijft:

Waarvoor wil je behandelen?

Bijvoorbeeld:

  • wil je alleen horzellarven behandelen;
  • wil je ook lintworm meenemen;
  • is er aanleiding om rekening te houden met ingekapselde kleine bloedwormlarven;
  • of spelen meerdere risico’s tegelijkertijd?

Pas daarna kies je in overleg met je dierenarts een middel dat daarbij past.

Wanneer alleen paardenhorzel de reden voor behandeling is, hoeft daarvoor bijvoorbeeld niet automatisch een breed combinatieproduct te worden gebruikt.

En hoe zit het met lintworm?

Lintworm wordt in de praktijk vaak eveneens meegenomen in de najaarsbehandeling.

Dat heeft echter niet met de eerste nachtvorst zelf te maken.

Lintworm wordt via mosmijten of grasmijten op de weide overgebracht. De bekende timing na de eerste nachtvorst is dus vooral afkomstig van de levenscyclus van de paardenhorzel.

Wanneer je in het najaar ook tegen lintworm wilt behandelen, moet het gekozen middel uiteraard wel een werkzame stof bevatten die tegen lintworm werkt.

En de ingekapselde bloedwormlarven?

Ook ingekapselde larven van kleine bloedworm worden vaak in één adem genoemd met de najaarskuur.

Maar ook daarvoor geldt dat de eerste nachtvorst geen magisch behandelmoment is.

Het verblijf in de darmwand en het inkapselen van larven is een normaal onderdeel van de levenscyclus van kleine bloedworm en gebeurt niet alleen in de winter. De winter heeft dus geen exclusieve relatie met ingekapselde larven.

Of er aanleiding is om tegen ingekapselde bloedwormlarven te behandelen hangt af van het totale wormmanagement, de leeftijd en historie van het paard, omstandigheden op het bedrijf en het ingeschatte risico.

De nachtvorstregel komt dus niet voort uit de bloedworm, maar vooral uit de paardenhorzel.

Waarom wordt er dan vaak één brede najaarskuur gegeven?

In de praktijk worden verschillende overwegingen vaak samengevoegd.

Aan het einde van het weideseizoen kan bijvoorbeeld tegelijkertijd sprake zijn van:

  • blootstelling aan paardenhorzels;
  • een reden om lintworm mee te nemen;
  • een reden om tegen bepaalde stadia van kleine bloedworm te behandelen.

Dan kan een breder middel logisch zijn.

Maar dat betekent niet dat ieder paard ieder najaar hetzelfde brede middel nodig heeft.

Lees ook dit artikel: Najaarskuur: waarom toch ontwormen als mestonderzoek geen aanleiding geeft?

Wat is dus het juiste moment?

Wanneer paardenhorzel de reden is om de behandeling in het najaar te plannen, kun je de bekende regel ‘na de eerste nachtvorst’ beter zo interpreteren:

wacht totdat het horzelseizoen lokaal daadwerkelijk voorbij is.

Kijk daarbij naar het weer én naar wat je rond de paarden ziet.

Geen horzels meer, geen nieuwe eitjes en inmiddels duidelijk koud najaarsweer? Dan is dat een logisch moment om een eventuele behandeling tegen horzellarven uit te voeren.

Kort samengevat

De bekende regel om de najaarskuur na de eerste nachtvorst te geven komt vooral door de paardenhorzel.

De eerste nachtvorst is daarbij geen exacte temperatuurgrens. Het is een praktische aanwijzing dat het vliegseizoen ten einde loopt en het paard na behandeling niet opnieuw door volwassen paardenhorzels wordt besmet.

De belangrijkste vragen zijn daarom:

  1. Zijn de paardenhorzels lokaal verdwenen?
  2. Worden er geen nieuwe eitjes meer afgezet?
  3. Waarvoor wil je het paard daadwerkelijk behandelen?
  4. Welk middel past bij die parasiet of combinatie van parasieten?

Een najaarskuur is dus geen automatisch recept voor één bepaald wormmiddel.

Lees ook dit artikel: Welke wormmiddelen werken tegen welke wormen?

Lees ook dit artikel: Equest en Equest Pramox: hoe zit het met resistentie?

The post Waarom geef je de “najaarskuur of winterkuur” na de eerste nachtvorst? first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Gebruik hydrometer https://www.hipposupport.nl/instructies-handleidingen/gebruik-van-de-hydrometer/ Wed, 26 Aug 2026 14:46:36 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=6837 Met een hydrometer controleer je of flotatievloeistof daadwerkelijk de gewenste dichtheid heeft. In deze instructie lees je stap voor stap hoe je de hydrometer gebruikt, correct afleest en een te hoge of te lage dichtheid aanpast.

The post Gebruik hydrometer first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Dichtheid van flotatievloeistof controleren met een hydrometerGebruik van de hydrometer

Een vaste verhouding tussen water en magnesiumsulfaat geeft een goede uitgangswaarde voor het maken van flotatievloeistof. Maar uiteindelijk wil je weten welke dichtheid de aangemaakte vloeistof daadwerkelijk heeft.

Daarvoor gebruik je een hydrometer, ook wel areometer genoemd. Met een hydrometer kun je eenvoudig controleren of je flotatievloeistof bijvoorbeeld de gewenste 1,23 g/cm³ of 1,27 g/cm³ heeft bereikt.

Voor betrouwbaar mestonderzoek adviseren we daarom om niet alleen op het recept af te gaan, maar de dichtheid van zelf aangemaakte of aangepaste flotatievloeistof ook daadwerkelijk te meten.

Wat doet een hydrometer?

Een hydrometer is een glazen meetinstrument dat vrij in een vloeistof drijft. Hoe diep de hydrometer wegzakt, hangt af van de dichtheid van die vloeistof. De waarde lees je af op de schaal in de dunne steel.

Voor onze toepassing gebruiken we een hydrometer met een meetbereik van 1,000 tot 1,500 g/cm³. De schaalverdeling bedraagt 0,005 g/cm³. Daarmee kun je de voor mestonderzoek relevante waarden rond 1,23 en 1,27 g/cm³ goed controleren.

De hydrometer is gekalibreerd bij 20 °C en heeft geen ingebouwde thermometer.

Wat heb je nodig?

Voor het controleren van de dichtheid heb je nodig:

  • de flotatievloeistof die je wilt controleren;
  • een hydrometer met een geschikt meetbereik;
  • een voldoende hoge en smalle maatcilinder;
  • een stabiele, vlakke werkplek.

De maatcilinder moet hoog genoeg zijn om de hydrometer vrij te laten drijven zonder de bodem of wand te raken. De maatcilinder van 100 ml uit ons assortiment is juist voor deze combinatie geselecteerd. Door de hoge, smalle vorm is voldoende vloeistofdiepte beschikbaar zonder dat je daarvoor onnodig veel flotatievloeistof hoeft te gebruiken.

Eerst: laat de vloeistof afkoelen

Meet de dichtheid niet direct nadat je flotatievloeistof met heet of warm water hebt aangemaakt.

De hydrometer die we gebruiken heeft een referentietemperatuur van 20 °C. Omdat de dichtheid van een vloeistof afhankelijk is van de temperatuur, kan meten bij een duidelijk hogere of lagere temperatuur een afwijkende waarde geven. Voor deze praktische toepassing is de eenvoudigste en betrouwbaarste werkwijze daarom: laat de flotatievloeistof eerst afkoelen tot ongeveer kamertemperatuur en meet zo dicht mogelijk bij 20 °C.

Zo meet je de dichtheid stap voor stap

  • Vul de maatcilinder
  • Vul een hoge maatcilinder met voldoende flotatievloeistof om de hydrometer vrij te kunnen laten drijven. Je hoeft de maatcilinder dus niet per se tot een bepaalde maatstreep te vullen; voldoende vloeistofdiepte is hier belangrijker. Controleer de vloeistof
  • Zorg dat de vloeistof homogeen is en dat er geen onopgeloste kristallen aanwezig zijn. Laat eventueel schuim verdwijnen. Laat de hydrometer voorzichtig zakken
  • Houd de hydrometer aan de steel vast en laat hem rustig in de vloeistof zakken. Laat hem niet in de maatcilinder vallen: de hydrometer is van glas en kan breken. Laat de hydrometer vrij drijven
  • Controleer dat hij de bodem en de wand van de maatcilinder niet raakt. Anders kan de aflezing worden beïnvloed. Wacht totdat de hydrometer stabiel drijft en niet meer op en neer beweegt. Controleer op luchtbelletjes
  • Luchtbelletjes die aan het glas blijven hangen kunnen het drijfvermogen beïnvloeden. Verwijder die daarom voordat je de waarde afleest. Lees de hydrometer op ooghoogte af
  • Breng je ogen op dezelfde hoogte als het vloeistofoppervlak. Bij een heldere vloeistof lees je een standaard laboratoriumhydrometer af bij de onderkant van de meniscus: het laagste punt van het gebogen vloeistofoppervlak rond de steel. Aflezen van boven of onder ooghoogte kan een parallaxfout veroorzaken. Noteer de gemeten waarde
  • De schaal van onze hydrometer loopt in stappen van 0,005 g/cm³. Beoordeel de uitkomst daarom ook met die meetnauwkeurigheid en suggereer geen precisie die het instrument niet heeft.

Wat moet de hydrometer aangeven?

Voor de meeste diersoorten waarvoor we mestonderzoek uitvoeren, zoals paarden, schapen, geiten en kippen, gaan we uit van een flotatievloeistof van ongeveer 1,23 g/cm³.

Voor honden en katten gebruiken we als uitgangspunt ongeveer 1,27 g/cm³.

De hydrometer laat je controleren of de vloeistof die je hebt gemaakt of aangepast daadwerkelijk in de buurt van die gewenste waarde zit.

De dichtheid is te laag: wat nu?

Geeft de hydrometer een lagere waarde aan dan je nodig hebt? Dan is de flotatievloeistof niet geconcentreerd genoeg.

Voeg een kleine hoeveelheid magnesiumsulfaat toe en meng totdat dit volledig is opgelost. Laat de vloeistof daarna zo nodig weer afkoelen richting 20 °C en meet opnieuw.

Werk liever in kleine stappen dan in één keer veel zout toe te voegen. Zo voorkom je dat je de gewenste dichtheid voorbijschiet.

De dichtheid is te hoog: wat nu?

Is de gemeten dichtheid hoger dan gewenst? Voeg dan een kleine hoeveelheid water toe.

Meng goed, laat de vloeistof indien nodig weer op temperatuur komen en meet opnieuw.

Ook hier geldt: corrigeer in kleine stappen.

Waarom opnieuw meten na een correctie?

Na het toevoegen van water of magnesiumsulfaat weet je niet automatisch welke nieuwe dichtheid je hebt bereikt. Meng daarom altijd goed en controleer opnieuw met de hydrometer.

De werkwijze wordt daarmee:

meten → corrigeren → mengen → opnieuw meten

Totdat de vloeistof de gewenste dichtheid heeft.

Na het meten

Haal de hydrometer voorzichtig uit de maatcilinder, spoel hem schoon en droog hem af voordat je hem opbergt. Het instrument is van glas, dus behandel en bewaar het voorzichtig.

Spoel ook de maatcilinder schoon zodat er geen zoutkristallen of resten achterblijven die een volgende meting kunnen beïnvloeden.

Is de flotatievloeistof tijdens de meting schoon gebleven, dan kan deze in principe weer worden teruggegoten in de opslagfles

Flotatievloeistof zelf maken?

Wil je eerst weten hoe je flotatievloeistof op basis van magnesiumsulfaat maakt en welke dichtheid je voor verschillende diersoorten gebruikt?

Lees dan het bericht over het zelf aanmaken van flotatievloeistof in deze kennisbank.

The post Gebruik hydrometer first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Instellen binoculaire (en trinoculaire) microscoop https://www.hipposupport.nl/instructies-handleidingen/instellen-binoculaire-en-trinoculaire-microscoop/ Mon, 06 Oct 2025 12:50:44 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=5955 Zo stel je een binoculaire of trinoculaire microscoop goed af op je ogen en op McMaster-mestonderzoek. Met stap-voor-stapuitleg over oogafstand, dioptrie, scherpstelling, verlichting en werken op 100× vergroting.

The post Instellen binoculaire (en trinoculaire) microscoop first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

Binoculaire en trinoculaire microscoop instellen voor mestonderzoek

Een binoculaire of trinoculaire microscoop kijkt comfortabeler dan een monoculaire microscoop, maar alleen wanneer de twee oculairs goed op jouw ogen zijn afgestemd.

Bij een nieuwe microscoop is het daarom verstandig om eerst de oogafstand en dioptrie-instelling goed af te stellen. Dat hoef je normaal gesproken maar één keer opnieuw te doen wanneer iemand anders met de microscoop heeft gewerkt of wanneer de instelling is veranderd.

In deze instructie leggen we stap voor stap uit hoe je dat doet en hoe je de microscoop vervolgens instelt voor McMaster-mestonderzoek.

Bino en trino: wat is het verschil?

Bij een binoculaire microscoop kijk je met beide ogen door twee oculairs.

Een trinoculaire microscoop werkt voor het kijken op dezelfde manier, maar heeft daarnaast een derde tubus waarop een microscoopcamera kan worden aangesloten. De instelling van de twee oculairs voor je ogen gebeurt dus op dezelfde manier als bij een binoculaire microscoop.

Begin met een comfortabele werkhouding

Zet de microscoop op een stevige, vlakke ondergrond en ga er recht voor zitten.

Zorg dat je:

  • zonder je hoofd ver naar voren te hoeven buigen door beide oculairs kunt kijken;
  • je schouders ontspannen kunt houden;
  • gemakkelijk bij de scherpstelknoppen en de bediening van de kruistafel kunt.

Juist wanneer je meerdere monsters achter elkaar beoordeelt, maakt een goede werkhouding veel verschil in kijkcomfort.

Stap 1: stel de oogafstand in

De afstand tussen beide ogen verschilt per persoon. Daarom kunnen de twee oculairs dichter naar elkaar toe of verder uit elkaar worden gezet.

  1. Kijk met beide ogen tegelijk door de microscoop.
  2. Beweeg de twee oculairtubussen langzaam naar elkaar toe of uit elkaar.
  3. Stop wanneer de twee afzonderlijke beeldcirkels samenvallen tot één rond beeld.

Zie je nog twee gedeeltelijk overlappende cirkels, dan staat de oogafstand nog niet goed.

De juiste instelling is bereikt wanneer je ontspannen kijkt en één gezamenlijk beeld ziet. Dat is voor iedere gebruiker anders.

Stap 2: stel eerst gewoon scherp

Leg een preparaat of McMaster-telkamer op de kruistafel.

Voor het instellen van de ogen kun je het beste een objectief met een relatief lage vergroting gebruiken, bijvoorbeeld het 10×-objectief.

Bij 10×-oculairs geeft dat een totale vergroting van:

10× oculair × 10× objectief = 100× vergroting

Dat is bovendien de vergroting die we bij McMaster-mestonderzoek het meest gebruiken.

Stel het beeld eerst met de gewone grove en fijne scherpstelling zo scherp mogelijk.

Stap 3: stel de dioptrie in

Je beide ogen zijn meestal niet exact gelijk. Met de dioptrie-instelling op één of, afhankelijk van het microscoopmodel, beide oculairs kun je dat verschil compenseren.

De precieze bediening verschilt enigszins per microscoop, maar het principe is hetzelfde:

  1. Zet de dioptriering of -ringen eerst op de nul- of middenstand.
  2. Kijk met het oog waarvoor geen dioptriecorrectie wordt gebruikt en stel het beeld scherp met de gewone scherpstelknoppen van de microscoop.
  3. Kijk vervolgens met het andere oog.
  4. Gebruik nu niet meer de gewone scherpstelknoppen, maar draai alleen aan de dioptriering totdat ook voor dat oog het beeld scherp is.
  5. Kijk daarna met beide ogen tegelijk.

Je moet nu met beide ogen één rustig en scherp beeld zien.

Heeft jouw microscoop op beide oculairs een dioptrie-instelling, volg dan de instructie van het betreffende model voor welke zijde als referentie wordt gebruikt. Bij bijvoorbeeld de Bresser Researcher kan de oogafstand en dioptrie individueel worden ingesteld.

Waarom stel je de dioptrie niet met de scherpstelknop bij?

Wanneer je voor ieder oog apart opnieuw aan de gewone scherpstelknop draait, verander je telkens de scherpstelling van de hele microscoop.

De dioptrieregeling is er juist voor om het verschil tussen je ogen te corrigeren zonder het preparaat opnieuw scherp te stellen.

Als de instelling eenmaal goed staat, hoef je tijdens normaal gebruik alleen nog de gewone grove en fijne scherpstelling te gebruiken.

Stel de verlichting rustig af

Meer licht is niet automatisch beter.

Begin met een gemiddelde lichtsterkte en pas deze aan totdat je voldoende contrast hebt zonder dat het beeld onnodig fel wordt.

Veel biologische microscopen hebben daarnaast een condensor en irisdiafragma waarmee je de lichtbundel en het contrast kunt beïnvloeden. Een verder geopend diafragma geeft meer licht, maar kan ook het contrast verminderen.

Voor McMaster-onderzoek is vooral belangrijk dat:

  • de blauwe lijnen van de telkamer duidelijk zichtbaar zijn;
  • structuren in de kamer voldoende contrast hebben;
  • het beeld niet zo fel is dat fijne details moeilijker zichtbaar worden.

Instellen voor McMaster-mestonderzoek

Voor McMaster-mestonderzoek werken we primair met 100× totale vergroting:

  • 10× oculairs;
  • 10× objectief.

Met een traditionele oculairmicroscoop geeft deze vergroting een praktisch overzicht van de telstrook en kun je de telkamer systematisch afzoeken.

Ga als volgt te werk:

  1. Leg de gevulde McMaster-telkamer vlak op de kruistafel.
  2. Draai het 10×-objectief in positie.
  3. Zoek met het blote oog alvast een van de blauwe lijnen van de telkamer op.
  4. Stel met de microscoop scherp op de blauwe lijnen.
  5. Zoek daarna naar kleine luchtbelletjes in de kamer.
  6. Stel zo nodig iets verder scherp totdat de luchtbelletjes scherp zichtbaar zijn.

Die luchtbelletjes zijn een handige referentie omdat ze, net als de parasieteneieren waarnaar je zoekt, tegen de bovenkant van de telkamer liggen. Stel je op de bodem van de kamer scherp, dan zie je vooral zwaardere mest- en plantenresten en zit je niet in het vlak waarin je wilt tellen.

Lukt scherpstellen op 100× niet meteen?

Begin dan tijdelijk op 40× totale vergroting:

  • 10× oculair;
  • 4× objectief.

Daarmee heb je een groter overzicht en kun je gemakkelijker een herkenbaar punt in de telkamer vinden.

Stel daarop scherp en draai vervolgens naar het 10×-objectief voor 100× totale vergroting. Meestal hoef je daarna alleen nog met de fijne scherpstelling een kleine correctie te maken.

Gebruik voor McMaster geen 100× olie-objectief

Veel uitgebreidere biologische microscopen hebben objectieven van:

  • 4×;
  • 10×;
  • 40×;
  • 100× olie.

Bij McMaster-mestonderzoek gebruiken we het 10×-objectief. Het 100×-objectief is bedoeld voor olie-immersiemicroscopie en geeft in combinatie met een 10×-oculair een totale vergroting van 1000×.

Die vergroting heb je voor McMaster niet nodig.

Gebruik dus geen immersieolie op de McMaster-telkamer.

Wanneer moet je de microscoop opnieuw voor je ogen instellen?

De oogafstand en dioptrie hoef je niet voor ieder mestmonster opnieuw af te stellen.

Controleer de instelling wel opnieuw wanneer:

  • iemand anders met de microscoop heeft gewerkt;
  • de oculairs of microscoopkop zijn versteld;
  • je ineens moeite hebt om beide beelden samen te voegen;
  • één oog scherp lijkt en het andere niet;
  • kijken vermoeiender wordt dan je gewend bent.

Werk je met meerdere mensen met dezelfde microscoop? Dan is het handig om je eigen oogafstand en dioptriewaarde te onthouden of te noteren.

Trinoculaire microscoop en camera

Bij een trinoculaire microscoop stel je de oculairs op dezelfde manier in als bij een binoculaire microscoop.

De derde tubus is bedoeld voor beeldregistratie met een camera. Afhankelijk van het model moet de cameratus afzonderlijk parfocaal worden ingesteld of moet een lichtverdeler worden bediend. Volg daarvoor de handleiding van de betreffende microscoop en camera.

Voor het gewone kijken door de twee oculairs verandert er niets: eerst oogafstand, daarna scherpstelling en dioptrie goed instellen.

Nog steeds geen prettig beeld?

Controleer dan eerst:

  • zie je werkelijk één ronde beeldcirkel?
  • staan de dioptrieringen correct?
  • zijn de oculairs volledig in de tubussen geplaatst?
  • is het juiste objectief volledig in positie geklikt?
  • zijn de oculairs schoon?
  • is de verlichting niet te fel of juist te zwak?
  • kijk je met beide ogen ontspannen in plaats van één oog bewust dicht te knijpen?

Blijft het instellen lastig en heb je de microscoop bij ons aangeschaft? Neem dan gerust contact met ons op. We hebben de microscopen die we voor mestonderzoek adviseren zelf voor deze toepassingen gebruikt en kunnen meestal gericht helpen bij het vinden van de oorzaak.

The post Instellen binoculaire (en trinoculaire) microscoop first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Instelbare pipet 100-1000µl https://www.hipposupport.nl/instructies-handleidingen/instelbare-pipet-100-1000ul/ Mon, 06 Oct 2025 12:33:24 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=5944 Zo gebruik je een automatische pipet om de kamers van een McMaster-telkamer gecontroleerd te vullen. We leggen uit hoe je de pipet instelt, vloeistof opneemt, de twee stops gebruikt en luchtbellen en verstopping voorkomt.

The post Instelbare pipet 100-1000µl first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

Automatische pipet gebruiken bij McMaster-mestonderzoek

Met een automatische pipet kun je een vooraf ingesteld volume vloeistof gecontroleerd opnemen en weer afgeven. Bij McMaster-mestonderzoek is dat vooral praktisch bij het vullen van de telkamers: je kunt steeds ongeveer dezelfde hoeveelheid mestsuspensie opnemen en gecontroleerd doseren.

 

De automatische pipet uit ons assortiment heeft een bereik van 100 tot 1000 µl, oftewel 0,1 tot 1 ml, en kan in stappen van 5 µl worden ingesteld. Ten opzichte van een eenvoudige Pasteur- of druppelpipet geeft een instelbare pipet meer controle over het opgenomen en afgegeven volume.

De pipet instellen

Stel eerst het gewenste volume in door aan de instelknop te draaien. Het ingestelde volume is afleesbaar op de pipet.

Voor het vullen van één kamer van onze McMaster-telkamer gebruiken we ongeveer 650–700 µl mestsuspensie.

Gebruik de pipet alleen binnen het aangegeven bereik van 100–1000 µl. Probeer het instelmechanisme niet voorbij de minimale of maximale waarde te draaien.

Een pipetpunt plaatsen

Gebruik een pipetpunt die geschikt is voor automatische pipetten met een bereik van 100–1000 µl.

  • Plaats een schone pipetpunt recht op de pipet.
  • Druk de punt voldoende stevig aan zodat deze goed afsluit.
  • Gebruik voor ieder nieuw mestmonster een nieuwe pipetpunt. Zo voorkom je dat materiaal uit het ene monster in het volgende terechtkomt.

Praktijktip bij vezelrijke mest

Bij bijvoorbeeld paardenmest kunnen fijne plantenvezels de relatief kleine opening van een pipetpunt verstoppen. Zo nodig kun je ongeveer 1–1,5 mm van het uiterste puntje van de losse pipetpunt afknippen.

Daar zit wel een belangrijk aandachtspunt aan: door de opening van de pipetpunt te veranderen, kan ook het werkelijk opgenomen en afgegeven volume veranderen. Pas punten daarom zo consequent mogelijk aan en controleer tijdens het werken of het ingestelde volume volledig wordt opgenomen en afgegeven.

De twee stops van de bedieningsknop

Wanneer je de bedieningsknop indrukt, voel je twee verschillende stops.

De eerste stop gebruik je bij het opnemen van de vloeistof.
De tweede stop gebruik je bij het leegmaken van de pipet om de laatste vloeistof uit de pipetpunt te drukken.

Het verschil tussen die twee stops is belangrijk. Wanneer je bij het opnemen van vloeistof meteen tot de tweede stop indrukt, neem je meer vloeistof op dan het ingestelde volume.

Mestsuspensie opnemen (monster opzuigen)

Meng de voorbereide mestsuspensie vlak voordat je de telkamer gaat vullen nogmaals goed. Tijdens het staan verandert de verdeling van mestdeeltjes en parasitaire stadia in de vloeistof, waardoor een monster minder representatief kan worden.

Ga daarna als volgt te werk:

  1. Druk de bedieningsknop rustig in tot de eerste stop en houd hem daar.
  2. Breng de pipetpunt in de mestsuspensie.
  3. Laat de bedieningsknop langzaam en gelijkmatig terugkomen naar de beginstand.
  4. Houd de pipetpunt tijdens het opzuigen op ongeveer dezelfde diepte.
  5. Controleer of er geen grote luchtbel is meegezogen en of de vloeistof goed in de pipetpunt staat.

Laat de knop niet plotseling los. Rustig opzuigen verkleint de kans op luchtbellen en geeft meer controle over het opgenomen volume.

De McMaster-telkamer vullen

Leg de McMaster-telkamer op een vlakke, horizontale ondergrond.

  1. Breng de pipetpunt naar de vulopening van de eerste kamer.
  2. Plaats de punt voorzichtig tegen of net in de vulopening.
  3. Druk de bedieningsknop langzaam in tot de eerste stop.
  4. Druk vervolgens rustig verder tot de tweede stop om de pipetpunt volledig leeg te maken.
  5. Trek de pipetpunt weg terwijl je de knop nog ingedrukt houdt.
  6. Laat de bedieningsknop daarna rustig terugkomen.
  7. Herhaal de werkwijze voor de andere kamer.

Vul rustig. Te snel doseren kan ervoor zorgen dat vloeistof uit de telkamer wordt gedrukt of dat luchtbellen ontstaan.

Waar let je op bij het vullen?

Een goed gevulde telkamer is volledig gevuld met mestsuspensie zonder grote luchtbellen.

Let er tijdens het werken op dat:

  • beide kamers volledig gevuld zijn;
  • er geen grote luchtbellen onder het dekglas aanwezig zijn;
  • de vloeistof niet over de telkamer heen stroomt;
  • je de mestsuspensie tussen het vullen van de kamers niet onnodig lang laat staan.

Is een kamer niet goed gevuld, vul hem dan opnieuw in plaats van een onvolledig preparaat te gaan beoordelen.

Na ieder monster

Verwijder de gebruikte pipetpunt met de afwerpknop van de pipet en plaats voor het volgende mestmonster een schone punt.

De pipet zelf komt bij correct gebruik niet in contact met de mestsuspensie. Is dat toch gebeurd, maak hem dan schoon volgens de gebruiksinstructies van de pipet.

Afhankelijk van de gebruiksfrequentie en de gewenste nauwkeurigheid is het verstandig de werking en kalibratie periodiek te controleren. De pipet uit ons assortiment wordt gekalibreerd geleverd met een testcertificaat.

Waarom een automatische pipet gebruiken?

Een automatische pipet is niet noodzakelijk om McMaster-mestonderzoek te kunnen uitvoeren; een geschikte Pasteurpipet kan ook worden gebruikt.

De belangrijkste meerwaarde zit vooral in controle en herhaalbaarheid en het efficiënter werken. Wanneer je regelmatig onderzoek doet of meerdere monsters achter elkaar verwerkt, kun je met een automatische pipet steeds een vooraf ingesteld volume opnemen en afgeven. Dat maakt het vullen van de telkamer praktisch en reproduceerbaar. Daarnaast werkt dit doorgaans sneller dan met spuitjes op pasteurpipetten.

The post Instelbare pipet 100-1000µl first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]> Instelbare dispenser 5-25ml https://www.hipposupport.nl/instructies-handleidingen/instelbare-dispenser-5-25ml/ Mon, 06 Oct 2025 12:27:11 +0000 https://www.hipposupport.nl/?p=5938 Zo stel en gebruik je de dispenser 5–25 ml voor het snel en herhaalbaar doseren van flotatievloeistof bij McMaster-mestonderzoek. Met praktische aandacht voor het instellen, doseren, luchtbellen en het gebruik met magnesiumsulfaat.

The post Instelbare dispenser 5-25ml first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>

Instelbare dispenser 5–25 ml gebruiken bij mestonderzoek

Bij mestonderzoek volgens de McMaster-methode voeg je een vaste hoeveelheid flotatievloeistof toe aan een afgewogen hoeveelheid mest. Als je regelmatig meerdere monsters onderzoekt, is het onhandig om die hoeveelheid iedere keer opnieuw met een maatcilinder af te meten.

Met een instelbare dispenser doseer je steeds opnieuw een vooraf ingesteld volume rechtstreeks uit de fles met flotatievloeistof. Dat maakt het voorbereiden van meerdere monsters sneller en zorgt voor een praktische en herhaalbare werkwijze.

 

De dispenser uit ons assortiment is instelbaar van 5 tot 25 ml en wordt geleverd met een laboratoriumfles van 1000 ml.

In de afbeelding hiernaast zijn de belangrijkste (losse) onderdelen van de dispenser weergegeven; 1-Spuittuit, 2-Aanzuigbuis 3-Fles.

Wanneer is een dispenser handig?

Een dispenser is vooral praktisch wanneer je:

  • regelmatig mestonderzoek uitvoert;
  • meerdere monsters achter elkaar voorbereidt;
  • steeds volgens hetzelfde McMaster-protocol werkt;
  • niet voor ieder monster opnieuw flotatievloeistof wilt afmeten.

Een dispenser is niet noodzakelijk om betrouwbaar mestonderzoek te kunnen doen. Je kunt het benodigde volume ook met bijvoorbeeld een maatcilinder afmeten.

De meerwaarde zit vooral in snelheid, gebruiksgemak en een consequente werkwijze. Juist wanneer je vaak onderzoek doet, scheelt het behoorlijk wat handelingen als je de gewenste hoeveelheid flotatievloeistof direct uit de fles kunt doseren.

Welk volume stel je in?

De dispenser is instelbaar van 5 tot 25 ml.

Bij onze McMaster-protocollen werken we onder andere met hoeveelheden van 26 ml en 28 ml flotatievloeistof. Omdat deze volumes boven het maximale doseervolume van 25 ml liggen, doseer je ze eenvoudig in twee gelijke stappen:

  • voor 26 ml stel je de dispenser in op 13 ml en doseer je tweemaal;
  • voor 28 ml stel je de dispenser in op 14 ml en doseer je tweemaal.

Zo hoef je tijdens het voorbereiden van een monster niet tussendoor van instelling te wisselen.

De dispenser voorbereiden

Controleer voordat je begint of:

  • de dispenser goed op de fles is bevestigd;
  • de aanzuigbuis voldoende diep in de flotatievloeistof staat;
  • de uitlooptuit goed is geplaatst;
  • er voldoende flotatievloeistof in de fles zit;
  • de uitstroomopening vrij is.

Stel daarna het gewenste volume in.

Wanneer de dispenser voor het eerst wordt gebruikt, de fles opnieuw is gevuld of er lucht in het doseersysteem is gekomen, moet de dispenser eerst met vloeistof worden gevuld.

Doseer een aantal keren totdat de vloeistof zonder duidelijke luchtbellen wordt aangezogen en afgegeven. Pas daarna gebruik je de dispenser voor het daadwerkelijk afmeten van flotatievloeistof voor een monster.

Flotatievloeistof doseren

De bediening is eenvoudig:

  1. Stel het gewenste volume in.
  2. Plaats het opvangvat, bijvoorbeeld een bekerglas, onder de uitlooptuit.
  3. Trek de plunjer rustig volledig omhoog.
  4. Wacht kort totdat de vloeistof volledig is aangezogen.
  5. Druk de plunjer rustig en volledig naar beneden.
  6. Laat de volledige hoeveelheid vloeistof uit de tuit lopen.
  7. Herhaal de dosering wanneer je volgens het gebruikte protocol twee doses nodig hebt.

Werk steeds op ongeveer dezelfde manier. Het doel is niet om de dispenser zo snel mogelijk te bedienen, maar om steeds een volledige en herhaalbare doseerslag te maken.

Let op luchtbellen

Lucht in het doseersysteem kan ervoor zorgen dat er minder vloeistof wordt afgegeven dan verwacht.

Controleer daarom tijdens het werken of:

  • de vloeistof zonder grote luchtbellen wordt aangezogen;
  • de plunjer soepel beweegt;
  • je steeds de volledige slag maakt;
  • de aanzuigbuis tijdens het opzuigen onder het vloeistofniveau blijft.

Zie je veel luchtbellen of wordt er zichtbaar geen volledige hoeveelheid afgegeven? Controleer dan eerst de fles, aansluitingen en aanzuigbuis en vul het doseersysteem opnieuw met vloeistof voordat je verdergaat.

Hoe nauwkeurig is de dispenser?

Volgens de productspecificaties bedraagt de maximale doseerafwijking 2%.

De dispenser is daarmee bedoeld om praktisch en herhaalbaar vaste volumes te doseren. Het is geen precisie-instrument voor toepassingen waarbij zeer kleine volumeverschillen analytisch bepalend zijn.

Voor gebruik bij McMaster-mestonderzoek is vooral belangrijk dat je zorgvuldig werkt en bij ieder monster dezelfde werkwijze en hetzelfde protocol volgt.

Magnesiumsulfaat en de dispenser in dagelijks gebruik

Voor mestonderzoek gebruiken we flotatievloeistof op basis van magnesiumsulfaat. Wanneer water uit zo’n oplossing verdampt, kunnen magnesiumsulfaatkristallen ontstaan.

Bij normaal en frequent gebruik van de dispenser levert dat in de praktijk echter weinig problemen op.

De dispenser is grotendeels gesloten, waardoor binnenin nauwelijks verdamping plaatsvindt. Kristalvorming zie je vooral aan de uitstroomtuit, waar een kleine hoeveelheid flotatievloeistof in contact komt met de buitenlucht.

Die kristallen kun je voor gebruik eenvoudig wegvegen. In onze ervaring blijft het binnenwerk bij regelmatig gebruik gewoon goed functioneren. De kristalvorming aan de uitstroomtuit vormt bovendien een soort afsluiting, waardoor verdere verdamping richting het binnenste van de dispenser beperkt blijft.

Controleer voor gebruik daarom kort of de uitstroomopening vrij is en veeg eventuele kristallen rond de tuit weg.

Wanneer schoonmaken of doorspoelen?

Bij normaal frequent gebruik is het niet nodig om de dispenser na ieder gebruik leeg te maken of met water door te spoelen. Dat zou juist een van de voordelen van het werken met een dispenser grotendeels tenietdoen.

Schoonmaken of doorspoelen is vooral zinvol wanneer:

  • de dispenser langere tijd niet gebruikt gaat worden;
  • je van vloeistof wilt wisselen;
  • de plunjer minder soepel gaat bewegen;
  • het doseergedrag merkbaar verandert;
  • er onderhoud of controle nodig is.

Bij normaal gebruik volstaat het dus meestal om de uitstroomtuit vrij te houden en de werking van de dispenser tijdens het doseren in de gaten te houden.

De meegeleverde laboratoriumfles

De dispenser wordt geleverd met een transparante laboratoriumfles van 1000 ml van borosilicaatglas 3.3.

Het is praktisch om op de fles te vermelden:

  • welke flotatievloeistof erin zit;
  • de dichtheid, bijvoorbeeld 1,23 g/cm³ of 1,27 g/cm³;
  • eventueel de datum waarop de vloeistof is aangemaakt of voor het laatst met een hydrometer is gecontroleerd.

Zo weet je ook wanneer je meerdere soorten flotatievloeistof gebruikt altijd welke oplossing op de dispenser staat.

Dispenser of maatcilinder met spuitfles?

enAls je af en toe één mestmonster onderzoekt, kun je het benodigde volume prima met een maatcilinder afmeten. Daar is niets minder betrouwbaars aan wanneer je zorgvuldig werkt.

Doe je regelmatig onderzoek en/of verwerk je meerdere monsters achter elkaar, dan wordt een dispenser al snel een stuk praktischer. Je stelt het gewenste volume één keer in en kunt vervolgens dezelfde hoeveelheid steeds opnieuw rechtstreeks uit de fles doseren.

Dat is precies waarom we een dispenser bij mestonderzoek gebruiken: niet omdat je zonder dispenser geen goed onderzoek kunt doen, maar omdat hij bij frequent gebruik een stuk efficiënter werkt.

The post Instelbare dispenser 5-25ml first appeared on De Mestonderzoekshop.

]]>